Способ культивирования одноклеточной зеленой водоросли haematococcus pluvialis для получения астаксантина



Способ культивирования одноклеточной зеленой водоросли haematococcus pluvialis для получения астаксантина
Способ культивирования одноклеточной зеленой водоросли haematococcus pluvialis для получения астаксантина
Способ культивирования одноклеточной зеленой водоросли haematococcus pluvialis для получения астаксантина
Способ культивирования одноклеточной зеленой водоросли haematococcus pluvialis для получения астаксантина
Способ культивирования одноклеточной зеленой водоросли haematococcus pluvialis для получения астаксантина
Способ культивирования одноклеточной зеленой водоросли haematococcus pluvialis для получения астаксантина
Способ культивирования одноклеточной зеленой водоросли haematococcus pluvialis для получения астаксантина
Способ культивирования одноклеточной зеленой водоросли haematococcus pluvialis для получения астаксантина
Способ культивирования одноклеточной зеленой водоросли haematococcus pluvialis для получения астаксантина

 


Владельцы патента RU 2541455:

Институт биологии южных морей им. А.О. Ковалевского (RU)

Изобретение относится к способу культивирования одноклеточной зеленой водоросли Haematococcus pluvialis для получения астаксантина, предусматривающему индукцию биосинтеза астаксантина в монадных вегетативных клетках причем культуру, выращенную на питательной среде МОНМ-1, в состоянии субстратного насыщения клеток по биогенным элементам (инокулят) вносят в количестве 0,3-0,35107кл.л-1 в питательную среду МОНМ-2, отличающуюся от среды МОНМ-1 30-кратно сниженным содержанием азота (0,2 мМл-1) и фосфора (0,12 ммл-1), однократно вносят 15 мМ ацетата натрия и дальнейшее выращивание на протяжении 20 суток осуществляют в полу проточном режиме (0,1-0,3 сут-1), поддерживая в среде МОНМ-2 заданный уровень азота и фосфора, при круглосуточном освещении люминесцентными лампами дневного света с интенсивностью светового потока 120 µЕг-2·с-1 непрерывной продувке воздухом (0,3 л мин-1) и температуре 22-26°С. Разработан экономичный и эффективный способ, который может быть положен в основу промышленного культивирования одноклеточной зеленой водоросли Haematococcus pluvialis, как сырья для получения естественного астаксантина в чистом виде и БАД с повышенной биодоступностью каротиноида. Способ исключает трансформацию вегетативных клеток в апланоспоры, обеспечивает преимущество в культурах клеток монадной структуры (>80%) на протяжении не менее 20 суток и содержание астаксантина в биомассе не менее 2 % сухого вещества.

 

Предполагаемое изобретение относится к биотехнологии микроводорослей и может быть использовано для промышленного получения природного астаксантина из микроводоросли Haematococcus pluvialis.

Кетокаротиноид астаксантин (3,3'-дигидрокси-4,4'-дикето-β-каротин) является высоко ценным биологически активным соединением, проявляющим свойства иммуностимулятора, УФ- и радиопротектора, антиканцерогена, регулятора деятельности нервной, сердечно-сосудистой и эндокринной систем человека и животных. Полифункциональность физиологического действия астаксантина определяется его высокой антиоксидантной (АО) активностью, превышающей в системах in vivo АО-активность β-каротина и α-токоферола на порядок. Наиболее перспективным промышленным источником природного астаксантина является зеленая микроводоросль Haematococcus pluvialis, в клетках которой содержание пигмента может достигать 2-3% сухого вещества (СВ). При этом АО-активность астаксантина, продуцируемого водорослью, существенно выше активности синтетического аналога, благодаря преобладанию в составе изомеров природной формы 3S,3'S-изомера.

Использующиеся в настоящее время двухстадийные промышленные технологии получения астаксантина из Н. pluvialis предусматривают такой способ культивирования водоросли, при котором процессы роста и биосинтеза вторичных каротиноидов приурочены к разным стадиям клеточного цикла (вегетативной и спорогенеза) [см. Boussiba S. Carotenogenesis in the green alga Haematococcus pluvialis: Cellular physiology and stress response // Physiol. Plant. - 2000. - 108. - P. 111-11]. Ha первой («зеленой») стадии технологического процесса водоросль выращивают в контролируемых условиях, обеспечивающих максимальную скорость деления вегетативных клеток. На второй («красной») стадии, начинающейся с момента достижения культурами стационарной фазы роста, полученную биомассу переносят в условия, инициирующие образование апланоспор и накопление в них астаксантина. Трансформацию вегетативных клеток в апланоспоры и индукцию в последних вторичного каротиногенеза вызывают различными видами стресс-воздействия на культуры: увеличением освещенности, и температуры, дефицитом биогенных элементов или добавлением в среду различных химических соединений - активаторов свободно-радикального окисления [см. WO 97/28274, WO 2005/116238, ЕР 1760157, JP 3163127; ЕР 1724357]. В результате стресс-воздействия монадные эллипсоидные клетки приобретают сначала пальмеллевидную структуру (теряют жгутики, округляются и увеличиваются в размерах), а затем образуют апланоспоры, окруженные многослойной, устойчивой к химическому воздействию (щелочному и кислотному гидролизу), трудно разрушаемой механическими методами оболочкой, образованной целлюлозой и биополимером, аналогичным по структуре спорополленину, получившим название «альгенан». Созревание апланоспор сопровождается интенсивным накоплением моно- и диэфиров астаксантина в липидных включениях цитоплазмы. Продолжительность второй стадии культивирования, выход астаксантина из литра культуры и его содержание в биомассе варьируют в зависимости от методов индукции вторичного каротиногенеза.

Известные двухстадийные технологии культивирования H pluvialis, характеризуются рядом недостатков, определяющих высокую себестоимость получения астаксантина из H. pluvialis и ограничивающих непосредственное применение получаемой биомассы для производства БАД, продуктов питания и кормовых добавок. Наиболее существенные из них состоят в следующем:

1. Наличие у апланоспор прочных оболочек существенно затрудняет экстракцию астаксантина из биомассы при его получении в чистом виде, и обусловливает низкую биодоступность каротиноида для человека и млекопитающих при непосредственном употреблении биомассы в пищу из-за отсутствия в их желудочно-кишечном тракте ферментов, гидролизующих клетчатку и альгенан. Эти обстоятельства требуют применения комбинаций специальных энергоемких методов дезинтеграции клеток (измельчения биомассы до частиц размером менее 5-8 мкм) и приводят к использованию дорогостоящего и энергоемкого оборудования (шаровые мельницы, ультразвуковые дезинтеграторы, прессы и т.п.).

2. Индукция образования апланоспор и накопления в них астаксантина при помощи используемых в настоящее время методов стресс-воздействия на культуры вызывает значительные потери биомассы, полученной на I этапе, из-за массовой гибели вегетативных клеток (до 40-60%), что приводит к непроизводительным затратам на минеральные соли, электроэнергию и техническое обслуживание культиваторов.

3. Еще одним недостатком, требующим дополнительных капиталовложений, является агрегация пальмеллевидных клеток на начальном этапе второй стадии и оседание их на стенках культиваторов, приводящее к снижению интенсивности светового потока, проникающего во внутренний слой культуры. Это явление требует использования эрлифтов или мощных мембранных насосов для увеличения скорости турбулентного потока в культиваторах, а также обязательной чистки культиваторов перед каждым технологическим циклом (обработкой горячим паром под высоким давлением).

Известен способ одностадийного культивирования Н. pluvialis, при котором деление клеток и накопление в них астаксантина происходят на одной (вегетативной) стадии клеточного цикла [см. Del Rio Ε., Acien F.G., Garcia-Malea M.C., Rivas J., Molina- Grima E., Guerrero M.G. Efficient one-step production of astaxanthin by the microalga Haematococcus pluvialis in continuous culture // Biotechnol. and Bioeng. - 2005. - 91, №. 7. - P. 808-815]. Преимущество способа состоит в том, что вегетативные монадные клетки, обогащенные астаксантином, не имеют альгенановой трудноразрушаемой оболочки, благодаря чему повышается биодоступность каротиноида, снижаются затраты на измельчение биомассы и увеличивается выход астаксантина при его получении в чистом виде. Водоросль выращивают автотрофно методом непрерывной культуры на питательной среде с пониженным содержанием азота (1,7 мМ) при искусственном освещении люминесцентными лампами с интенсивностью светового потока в 1220 μЕ·м-2·с-1 и скорости протока среды (ω), равной 0,9·сут-1. Получаемая таким образом биомасса на 95% состоит из монадных и пальмеллевидных вегетативных клеток и на 5% - из апланоспор. Наиболее рациональным методом сбора биомассы в этом случае является центрифугирование. Содержание сухого вещества (СВ) в литре культуры составляет 0,7г, содержание астаксантина в биомассе - 0,8% СВ.

Указанная работа имеет принципиальное значение, так как подтверждает возможность получения биомассы Н. pluvialis, состоящей из вегетативных клеток, обогащенных астаксантином. Однако предложенный режим культивирования имеет существенные ограничения для использования в промышленных масштабах. Наиболее важными из них являются:

а) высокие затраты электроэнергии на создание светового потока интенсивностью 1220 μЕ·м-2·с-1 и ежедневный сбор биомассы путем центрифугирования (90% всего объема культуры);

б) более низкое содержание астаксантина в сухом веществе (0,7% СВ), по сравнению с использующимися в настоящее время вариантами двухстадийного метода культивирования водоросли (2-2,5% СВ);

Кроме того, в работе отсутствуют сведения о продолжительности стационарной фазы роста культур (т.е. продолжительности технологического цикла) и все данные, характеризующие продуктивность культур по биомассе и астаксантину, приведены для 5-х суток культивирования. Отсутствуют также и сведения о соотношении монадных и пальмеллевидных клеток в получаемой биомассе, имеющие важное значение для оценки ее биодоступности, так как оболочки пальмелл, так же как и оболочки апланоспор, содержат альгенан.

В основу изобретения Способ культивирования одноклеточной зеленой водоросли Haematococcus pluvialis поставлена задача повысить эффективность одностадийного способа культивирования Η. pluvialis путем снижения затрат на производство биомассы и повышения ее биологической ценности (биодоступности и содержания астаксантина).

Способ культивирования одноклеточной зеленой водоросли Haematococcus pluvialis для получения астаксантина основан на методе индукции биосинтеза астаксантина в монадных вегетативных клетках, а его модификация и подбор условий культивирования, исключающих образование апланоспор, обеспечивающих преобладание в культурах подвижных клеток над пальмеллевидными (более 80%) на протяжении 20-ти дневного технологического цикла и накопление в них астаксантина до уровня его обычного содержания в апланоспорах (не менее 2%), были выполненными авторами в лабораторных экспериментах.

Поставленная задача достигается тем, что культуру, выращенную на питательной среде МОНМ-1, в состоянии субстратного насыщения клеток по биогенным элементам вносят в количестве 0,3-0,35·107 кл·л-1 в питательную среду. Среда характеризуется 30-кратно пониженным содержанием азота (0,2 мМ·л-1) и фосфора (0,12 мМ·л-1) (среда МОНМ-2). В среду также однократно вносят 15 мМ ацетата натрия. Выращивание в течение 20 сут. осуществляют в полупроточном режиме (0,1-0,3 сут-1), поддерживая в среде МОНМ-2 заданный уровень азота и фосфора, при круглосуточном освещении люминесцентными лампами дневного света с интенсивностью светового потока 120 μЕ·м-2·с-1, непрерывной продувке воздухом (0,3 л·мин-1) и температуре 22-26°С,

Общим для прототипа и заявляемого способа является индукция биосинтеза астаксантина в монадных клетках. В отличие от прототипа, где индукция биосинтеза астаксантина осуществляется снижением концентрации только азота до 1,7 мМ·л-1 и резким увеличением освещенности до 1220 μЕ·м-2·с-1, в заявляемом способе проводится одновременно резкое снижение концентрации азота и фосфора до 0,2 Мм N л-1 и 0,01 мМ Ρ л-1 в сочетании с одноразовым увеличением молярного соотношения C/N в среде без существенного увеличения освещенности. Кроме того, в прототипе используется метод непрерывной культуры со скоростью протока 0,9 сут-1, а в заявляемом - метод полупроточной культуры со скоростью протока 0,1-0,3сут-1

Изобретение поясняется иллюстрациями. Фиг. 1 - Динамика содержания суммарных каротиноидов и астаксантина в культурах и клетках H. pluvialis в зависимости от скорости протока питательной среды. Фиг. 2- Содержание каротиноидов (а) и астаксантина (б, в) в сухой биомассе в зависимости от скорости протока питательной среды. Фиг.3 - Средняя удельная скорость роста культур при различной скорости протока среды. Фиг. 4 - Динамика численности пальмеллевидных клеток в культурах при различной скорости протока среды. Фиг. 5 - Выход суммарных каротиноидов (а) и астаксантина (б) из литра культуры за 20-дневный технологический цикл в условиях одностадийной полупроточной культуры. Фиг.6 - Динамика биомассы в культурах Я. pluvialis (штамм HBSS-18) при различной скорости протока среды. Фиг. 7 - Выход суммарных каратиноидов и астаксантина из литра культуры в условиях двухстадийной культуры.

Способ культивирования одноклеточной зеленой водоросли Haematococcus pluvialis реализуется следующим образом:

Для культивирования может быть использован любой штамм Haematococcus pluvialis, например CALU-79, С ALU 333, CAUP G1002, ССАР 34/1D, ССАР 213/4, SAG 34-1d, SAG 213-4, UTEX 113, IBSS-18 при предпочтительности крупноклеточных штаммов. Их коллекционное хранение осуществляют на агаризованной (1.5%) базовой среде OHM (табл.1) при освещенности 1000-1500 Лк, и температуре 15-18°С с пересевом каждые 1,5-2 месяца.

Примечание: **-[см. Fdbregas J., Domiguez Α., Regueiro Μ, MasedaA., Otero Α. Optimization of culture medium for the continuous cultivation of the microalga Haematococcus pluvialis // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2000 - 53. - P. 530-535]

Получение инокулята. Для получения инокулята водоросль с агаризованных косяков переносят в жидкую стерильную базовую среду OHM и 5-7 дней выращивают методом накопительной культуры при рассеянном естественном освещении. Затем культуру переносят в среду МОНМ-1 (см. табл.1) и продолжают культивировать при искусственном освещении люминесцентными лампами дневного света (50-60 μЕ·м-2·с-1 16 час свет: 8 час темнота) в накопительном режиме при непрерывном барботаже воздухом со скоростью 0,1-0,2 л·мин-1. Для засева культиваторов используют активно делящуюся культуру, взятую на логарифмической стадии роста, когда все клетки имеют монадную структуру и остаточное содержание азота и фосфора составляет не ниже 40% исходного уровня в среде МОНМ-1. Суспензию клеток концентрируют и вносят в культиваторы из такого расчета, чтобы начальная плотность культур составляла 3-3,5·108 кл·л-1 или 0,3-0,4 г·л-1 сухого вещества.

Процесс культивирования. Питательной средой для предлагаемого способа культивирования служит среда МОНМ-2, в которую однократно сразу после засева культиваторов добавляют ацетат натрия до концентрации 15 мМ·л-1. Выращивание водоросли осуществляют при непрерывном освещении интенсивностью 120 μЕ·м-2·с-1, скорости продувки воздухом 0,2-0,3 л·мин-1 и температуре питательной среды 22-26°С. С интервалом в 24 часа из культиваторов отбирают 10-30% объема культуры, заменяя его равноценным объемом свежей среды и восстанавливая при этом исходный уровень азота (0,2 мМ·л-1) и фосфора (0,01 мМ·л-1).

Создание резкого отрицательного градиента концентраций азота и фосфора (не менее чем 10-кратного) в сочетании с увеличением молярного соотношения C/N в среде до 150 приводит к индукции биосинтеза астаксантина в вегетативных клетках Я. pluvialis при освещенности на порядок более низкой, чем в прототипе (фиг.1).

Содержание астаксантина в сухой биомассе в процессе культивирования увеличивается до 2,2-2,8% сухого вещества (фиг.2б), т.е. до уровня, обычно регистрируемого в биомассе апланоспор при двухстадийном культивировании H. pluvialis -2-3 % СВ. Его доля в суммарных каротиноидах, начиная с 10-х суток составляет 70-80 % (Фиг. 2 в).

Ежедневное восполнение начального уровня нитратов и фосфатов обеспечивает поддержание клеток в культурах в вегетативном состоянии. Средняя за 20 суток удельная скорость роста астаксантин-продуцирующих культур составляет 0,12-0,3 сут-1 (фиг. 3), что сопоставимо со скоростью роста автотрофных накопительных культур на первой («зеленой») стадии 2-х стадийной технологии культивирования (0,1- 0,35 сут-1). При этом 80-90 % астаксантин-содержащих клеток на протяжении периода не менее 20-ти суток сохраняют монадную структуру, а апланоспоры в культурах отсутствуют (фиг.4).

В предлагаемом способе культивирования величина скорости протока (ω) находится в диапазоне 0,1-0,3сут-1 но наиболее предпочтительной является ω=0,2 сут-1 (ежедневный 20% обмен среды). В этом случае общий выход каротиноидов и астаксантина из литра культуры за 20 суток культивирования выше, чем во всех апробированных авторами вариантах, и составляет 50 мг·л-1 и 35 мг·л-1, соответственно (фиг. 5 и 7).

Пример.

Для культивирования использовали штамм IBSS-18, выделенный авторами в окрестностях г. Адлер в 2003 г. Штамм характеризуется крупными размерами клеток (средняя длина монад составляет 33-34 мкм) и более высокой скоростью накопления астаксантина, по сравнению с коллекционными штаммами IPPAS Н-239 и CALU-79.

Для получения инокулята штамм в течение недели выращивали методом накопительной культуры в стеклянных колбах объемом 50 мл при естественном освещении (30-35Е·м-2·с-1) на базовой среде OHM. Затем культуру концентрировали, при помощи центрифугирования (800 об·мин-1, 2 мин), переносили в колбы большего объема (500 мл), содержащие 300 мл среды МОНМ-1, и продолжали выращивать в течение 4-х суток при освещении люминесцентными лампами «Feron» DL 20W Т4 6400К (50-60μЕ·м-2·с-1 с фотопериодом 16 час свет:8 час темнота) при непрерывном барботаже стерильным воздухом со скоростью 0,2 л·мин»-1 и температуре 22-23°С. На 5-е сутки (на логарифмической фазе роста), когда все клетки в культуре имели монадную структуру, а остаточное содержание азота и фосфора в среде составляло 52,14 и 4,64 мг·л-1, соответственно, суспензию клеток концентрировали при помощи центрифугирования (800 об мин»1,2 мин) и использовали в качестве инокулята.

Культивирование Н. pluvialis для получения астаксантина проводили в трех вариантах полупроточного режима в 1-литровых конических колбах на питательной среде МОНМ-2 при круглосуточном боковом освещении с интенсивностью светового потока 120 μЕ·м-2·с-1, скорости продувки воздухом 0,3 л·мин-1 и температуре 22-24°С. Объем культуры в колбах составлял 0,7 л, начальная численность клеток - 3-3.5·108 кл·л-1. Сразу после засева колб инокулятом в культуры внесли по 5,3 мл 2 Μ стерильного раствора ацетата натрия. С интервалом в 24 часа из колб отбирали 10, 20 и 30% объема культуры (ω=0,1-0,3 сут-1) и заменяли его равноценным объемом свежей среды, восстанавливая при этом исходную концентрацию азота (0,2 мМ·л-1) и фосфора (0,01 мМ·л-1). Появление астаксантина в клетках было зарегистрировано уже через сутки после внесения инокулята в среду МОНМ-2 и, начиная с 10-х суток культивирования, его содержание в расчете на одну клетку стабилизировалось и, в зависимости от скорости протока, составляло: а) 27-31 пг·кл-1 при ω=0,1 сут-1; б) 36-40 пг·кл-1 при ω=0,2 сут-1; в) 30-35 пг·кл-1 ω=0,3 сут-1 (фиг. 2). Астаксантин-продуцирующие монадных клетки активно делились на протяжении всего периода культивирования (фиг. 6). Азот и фосфор, ежедневно вносимые в среду во время обмена, полностью утилизировались культурами в течение суток, что являлось необходимым условием накопления астаксантина в клетках и одновременно с этим предотвращало непроизводительные затраты минеральных солей. Общий выход биомассы как сырья для получения астаксантина при полупроточном культивировании складывался из ежедневных 10-30% отборов и биомассы, собираемой из культиваторов по окончании технологического цикла. Данные, характеризующие выход каротиноидов и астаксантина за 20-ти суточный цикл культивирования, содержание каротиноидов в биомассе на заключительной стадии и диапазоны численности монадных клеток в культурах при различных вариантах протока среды представлены в табл. 2.

В условиях двухстадийного культивирования штамма IBSS-18 при индукции биосинтеза астаксантина стресс-комплексом CH3COONa (45 мМ) + NaCl (17 мМ)+t° =30°С его содержание в зрелых апланоспорах штамма IBSS-18 (в расчете на клетку) существенно выше (120-200 пг·кл-1), чем в монадных клетках, получаемых при реализации предлагаемого одностадийного способа культивирования. Однако максимальный выход астаксантина из литра культуры (с такой же начальной численностью клеток и продолжительностью технологического цикла), зарегистрированный авторами в серии экспериментов, при двухстадийном способе у данного штамма не превышает 27,5±1,4 мг·л-1 из-за массовой гибели клеток в постстрессорный период (см. фиг.7).

Предложенный способ обладает рядом преимуществ по сравнению с прототипом. Во-первых, 10-кратная экономия электроэнергии, затрачиваемой на освещение культиваторов, во-вторых, 3-9-кратная (в зависимости от величины ежедневного обмена) экономия электроэнергии, затрачиваемой на сбор биомассы, в-третьих, отсутствие непроизводительных потерь нитратов и фосфатов в процессе полу проточного культивирования, и, наконец, содержание астаксантина в биомассе по прототипу - 0,8% сухого вещества, а в предлагаемом способе - 2,2-2,8% сухого вещества.

Разработан экономичный и эффективный способ, который может быть положен в основу промышленного культивирования одноклеточной зеленой водоросли Haematococcus pluvialis, как сырья для получения природного астаксантина в чистом виде и БАД с повышенной биодоступностью каротиноида. биологически активного соединения. Способ исключает трансформацию вегетативных клеток в апланоспоры, обеспечивает преобладание в культурах клеток монадной структуры (>80%) на протяжении не менее 20 суток и содержание астаксантина в биомассе не менее 2% сухого вещества.

1. Способ культивирования одноклеточной зеленой водоросли Haematococcus pluvialis для получения астаксантина, предусматривающий индукцию биосинтеза астаксантина в монадных вегетативных клетках, отличающийся тем, что культуру, выращенную на питательной среде МОНМ-1, в состоянии субстратного насыщения клеток по биогенным элементам (инокулят) вносят в количестве 0,3-0,35·107 кл·л-1 в питательную среду МОНМ-2, отличающуюся от среды МОНМ-1 30-кратно пониженным содержанием азота (0,2 мМ·л-1) и фосфора (0,12 мМ·л-1), однократно вносят 15 мМ ацетата натрия и дальнейшее выращивание в течение 20 сут осуществляют в полупроточном режиме (0,1-0,3 сут-1), поддерживая в среде МОНМ-2 заданный уровень азота и фосфора, при круглосуточном освещении люминесцентными лампами дневного света с интенсивностью светового потока 120 µЕ·м-2·c-1, непрерывной продувке воздухом (0,3 л·мин-1) и температуре 22-26°С, а модифицированная среда МОНМ-1 имеет следующий состав, мг··л-1:

KNO3 615
СаСl2·2Н2О 55.45
FeC6H5O7·5H2O 2.62
MgSO4·7Н2О 246.5
Na2HPO4 45.0
MnSO4·H2O 0.85
ZnSO4·7H2O 0.07
CuSO4·5H2O 0.012
Na2MoO4·2H2O 0.12
СoСl2·6Н2О 0.011
KCr(SO4)2·12H2O 0.499
Na2SeO3 0.008
Биотин 0.025
Витамин В1 0.0175
Витамин B12 0.015



 

Похожие патенты:

Изобретение «Применение глубинной морской воды из сероводородной зоны Черного моря в качестве среды культивирования морских водорослей» относится к марикультуре и предназначено для культивирования морских водорослей в лабораторных и промышленных условиях. Техническая сущность изобретения заключаются в применении глубинной воды Черного моря как содержащей сероводород, так и окисленной в качестве среды культивирования морских водорослей. Исследования биогенных свойств водной среды из восстановительной зоны Черного моря, выполненные авторами изобретения показали, что глубинная вода не оказывает губительного действия на черноморские планктонные водоросли в присутствии высоких исходных концентраций сероводорода.

Способ культивирования одноклеточной зеленой микроводоросли Dunaliella salina для получения биомассы с использованием квазинепрерывного режима культивирования. Культуру, выращенную на модифицированной питательной среде Тренкеншу методом накопительных культур до плотности 1,5-3 г ОР·л-1 переводят в квазинепрерывный режим культивирования.
Изобретение относится к биотехнологии. Штамм Arthrospira platensis (Nordst.) Geitl.

Изобретение относится к технологии получения биосилифицированных наноматериалов. Предложен способ получения биосилифицированных нанотрубок.

Группа изобретений, включающая штамм одноклеточных зеленых водорослей Parachlorella nurekis и его применение для уничтожения цианобактерий, относится к биотехнологии. Штамм Parachlorella nurekis 1904 KIEG депонирован в Коллекции Культур Водорослей и Протозоа (Culture Collection of Algae and Protozoa, CCAP), Морской институт Шотландии, Данбег, ОБАН, Аргайл, РАЗУ 1QA, Шотландия, Соединенное Королевство (Scottish Marine Institute, Dunbeg, OBAN, Argyll, PA37 1QA, Scotland, UK) под регистрационным номером CCAP №259/1 и может быть применен для уничтожения цианобактерий.

Изобретение относится к области биохимии. Предложен штамм микроводоросли Chlorella vulgaris IPPAS C-616 для получения липидов в качестве сырья для производства моторного топлива.

Изобретение относится к области биотехнологии, фармацевтической промышленности, в частности к оборудованию для культивиротвания фотосинтезирующих микроорганизмов, преимущественно микроводорослей.

Изобретение относится к фотобиотехнологии и микробиологии. Инокулят миуроводоросли Desmodesmus sp.штамм 2С166Е вносят в минеральную среду BG-11 до конечной концентрации хлорофилла в смеси 4-6 мкг/мл.

Изобретение относится к способу обогащения фотосинтезирующего микроорганизма, выбранного из зеленых водорослей и сине-зеленых водорослей органическим селеном. При этом фотосинтезирующий микроорганизм культивируют в среде, содержащей соединение типа селенсодержащей гидроксикислоты общей формулы (I), солью, сложноэфирным или амидным производным этой кислоты.
Изобретение относится к микробиологии. Способ культивирования микроводорослей биотопливного назначения включает две стадии альголизации.

Группа изобретений относится к микробиологии. Способ химической модификации липидов микроводорослей включает культивирование микроводорослей рода Prototheca с получением биомассы, содержащей по меньшей мере 10 % липидов микроводорослей в расчете на сухой вес клеток и не более 500 мкг/г красящих включений и осуществление химической реакции, в результате которой происходит ковалентная модификация липидов. Культивирование осуществляют при гетеротрофных условиях до тех пор, пока клетки не войдут в фазу накопления липидов. Химическую реакцию выбирают из омыления, переэтерификации, интерэтерификации, гидроксилирования, циклопропанирования, эпоксидирования, гидропроцессинга, дезоксигенации, изомеризации, гидрогенизации или гидролиза. Также предложен способ получения мыла, предусматривающий использование биомассы микроводорослей рода Prototheca, содержащей по меньшей мере 5 % липидов микроводорослей в расчете на сухой вес клеток и не более 500 мкг/г красящих включений, и осуществление омыления липидов микроводорослей. Также предложено мыло, включающее соли жирных кислот. Группа изобретений обеспечивает получение биомассы микроводорослей с высоким содержанием липидов. 3 н. и 14 з.п. ф-лы, 39 ил., 12 табл., 31 пр.
Изобретение относится к микробиологии, а именно к способам выделения бактериологически чистых культур морских микроводорослей. Способ получения бактериологически чистых культур морских сине-зеленых микроводорослей предусматривает химическую стерилизацию культур микроводорослей путем обработки их в растворе стерильной морской воды, содержащей 0,1% фенола и 1,0% этилового спирта. Микроводоросли выдерживают в стерильной морской воде, содержащей фенол и этиловый спирт в заданном соотношении в течение 4-5 ч. Проводят облучение ультрафиолетовым светом в течение 9-10 мин. Осуществляют обработку микроводорослей антибиотиками и фунгицидом. При этом в качестве антибиотиков используют левомицетин и ампициллин в количестве по 50 мкг/мл каждого, а в качестве фунгицида используют нистатин в количестве 25 мкг/мл. Изобретение позволяет повысить эффективность выделения бактериологически чистой культуры сине-зеленых микроводорослей. 1 табл.,20 пр.

Способ получения фикоэритрина из красной микроводоросли относится к биотехнологии и предназначен для получения натурального пигмента из микроводоросли в лабораторных и промышленных условиях. Практическое значение изобретения связано с возрастающими потребностями медицинской, пищевой й косметической отраслей в натуральных нетоксичных красителях и биомаркерах В способе, включающем в себя отделение биомассы микроводоросли от культуральной среды, промывание биомассы, разрушение клеточных стенок, водную экстракцию пигмента, консервацию конечного продукта, отбор биомассы проводят на линейной стадии роста или в режиме квазинепрерывной культуры. Способ включает отделение биомассы от культуральной среды, промывание биомассы, разрушение клеточных биомембран, водную экстракцию. Изобретение позволяет упростить и снизить себестоимость готового продукта и получить препарат, пригодный для использования в пищевой и косметической промышленности.
Изобретение относится к области выращивания одноклеточных фотосинтезирующих микроорганизмов. Предложен способ культивирования фотосинтезирующих микроорганизмов в фотобиореакторе закрытого типа с рабочим объемом, содержащим культуральную жидкость. Способ включает подачу газовой смеси, содержащей углекислый газ, в рабочий объем фотобиореактора, осуществление освещения культуральной жидкости от источника искусственного света и ее перемешивание. Перед началом процесса культивирования в рабочий объем фотобиореактора в культуральную жидкость вносят гранулы люминофора с длительным послесвечением в количестве 10-30% от объема культуральной жидкости. Гранулы люминофора снабжены прозрачной наружной оболочкой из химически и биологически инертного материала. При непрерывном или периодическом отборе культуральной жидкости из рабочего объема фотобиореактора отделяют гранулы люминофора с помощью сетчатого фильтра. Изобретение обеспечивает снижение энергетических затрат на процесс культивирования фотосинтезирующих микроорганизмов и увеличение производительности процесса. 1 табл., 2 пр.

Группа изобретений относится к области получения искусственной нефти из парниковых газов. Предложен способ получения искусственной нефти из газа, содержащего CO2, искусственная нефть, полученная вышеуказанным способом, применение искусственной нефти, а также применение газа, содержащего CO2 в предложенном способе. Способ включает стадии: подачи газа в реактор, содержащий культуру, по меньшей мере, одного вида микроводорослей, способных к фотосинтезу; фотосинтеза с использованием CO2; анаэробной ферментации полученной биомассы; термохимического разложения ферментированной биомассы для получения искусственной нефти, смешанной с водой и газами, и отделения полученной искусственной нефти. После стадии фотосинтеза от 5 до 100% культуры извлекают из реактора, разделяют её на твердую фракцию и жидкую фракцию. Твердую фракцию подвергают стадии анаэробной ферментации. Из жидкой фракции отделяют карбонаты и/или бикарбонаты. Далее жидкую фракцию, по существу лишенную карбонатов и бикарбонатов, возвращают, по меньшей мере частично, в реактор. Изобретения обеспечивают больший захват СО2. 4 н. и 25 з.п. ф-лы, 5 ил.,11 табл., 3 пр.

Изобретение относится к фотобиотехнологии. Штамм микроводоросли Chlorella vulgaris 711-54 обладает высокими показателями степени очистки сточных вод сельскохозяйственных и спиртовых производств, значительной продуктивностью и высоким содержанием ценных соединений в биомассе. Штамм депонирован в Российской Коллекции Микроводорослей при учреждении Российской Академии Наук Институте Физиологии Растений им. К.А. Тимирязева (IPPAS) с присвоенным идентификатором Chlorella vulgaris IPPAS C-2015 и может быть использован для очистки сточных вод сельскохозяйственных и спиртовых производств. Изобретение позволяет повысить качество очистки указанных сточных вод. 1 табл., 4 ил.

Изобретение относится к фотобиотехнологии. Штамм микроводоросли Desmodesmus sp. 3Dp86E-1 обладает высокими показателями фиксации CO2 и толерантностью к высоким концентрациям CO2 в среде культивирования, а также высокой способностью к накоплению липидов, обогащенных полиненасыщенными жирными кислотами. Штамм депонирован в Коллекции культур микроводорослей Института физиологии растений им К.А. Тимирязева РАН (IPPAS) под регистрационным номером Desmodesmus sp. IPPAS S-2014 и может быть использован для конверсии углекислоты из промышленных сбросных газов в сырье для производства биотоплива и кормовых добавок. Изобретение позволяет повысить скорость фиксации CO2 в газовоздушной смеси. 4 ил., 1 табл.

Изобретение относится к области биохимии. Предложен способ переработки послеспиртовой барды. Способ включает разделение барды в декантере на дисперсную фазу и жидкую среду, сушку дисперсной фазы с последующим получением кормового продукта и дополнительную обработку жидкой среды в седикантере, на выходе которого получают пастообразный кормовой продукт и светлый фильтрат. Светлый фильтрат из седикантера подают для дополнительной переработки в фотобиореактор с микроводорослью Chlorella vulgaris BIN, где осуществляют наращивание биомассы микроводоросли и получение готового кормового продукта в виде суспензии микроводоросли Chlorella vulgaris BIN. Изобретение обеспечивает получение богатого биологически активными компонентами, белком и другими макро- и микроэлементами кормового продукта, упрощение технологического процесса переработки барды. 1 ил.
Изобретение относится к биотехнологии. Питательная среда для культивирования микроводорослей содержит минеральный ионит «Ionsorb™», стабилизированный куриный помет и водопроводную воду в заданном соотношении компонентов. Изобретение позволяет повысить выход биомассы микроводорослей и упросить способ приготовления питательной среды. 4 табл.

Изобретение относится к биотехнологии. Штамм зеленой микроводоросли Acutodesmus obliquus Syko-A Ch-055-12, обладающий способностью снижать содержание загрязняющих веществ в сточной воде, депонирован в Коллекции Микроводорослей ИФР РАН (IPPAS) под регистрационным номером IPPAS S-2016. Штамм зеленой микроводоросли Acutodesmus obliquus IPPAS S-2016 может быть использован для очистки сточных очистных сооружений коммунального хозяйства и целлюлозно-бумажного предприятия от загрязняющих веществ (аммонийного азота, взвешенных веществ, железа) при высоких температурах. 1 ил., 2 пр. . .
Наверх