Способ трансплантации стволовых клеток при повреждении пигментного эпителия сетчатки в эксперименте

Изобретение относится к области медицины, а именно к офтальмологии. Для трансплантации стволовых клеток при повреждении пигментного эпителия сетчатки (РПЭ) в эксперименте у кролика проводят витрэктомию. Между пигментным эпителием и нейроэпителием вводят суспензию стволовых клеток в количестве 50000 клеток в 100 мкл раствора BSS с образованием пузыря. Место введения тампонируют с помощью ПФОС в количестве, необходимом для радиального разглаживания и оттеснения пузыря с клетками от места введения. Осуществляют эндолазеркоагуляцию вокруг места введения СК и удаляют ПФОС. Способ обеспечивает возможность изучения эффектов введения СК при повреждении пигментного эпителия различного генеза в условиях минимального травмирования слоев сетчатки, длительной интеграции СК, восстановления функции РПЭ в области дегенерации пигментного эпителия для разработки последующего способа лечения дегенеративно-дистрофических заболеваний сетчатки. 1 пр.

 

Предлагаемое изобретение относится к офтальмологии и предназначено для трансплантации стволовых клеток при повреждении пигментного эпителия сетчатки (РПЭ) в эксперименте для изучения влияния трансплантированных стволовых клеток с целью последующего лечения пациентов с наследственными и возрастными дегенеративными заболеваниями сетчатки, обусловленными повреждением РПЭ.

Уровень техники

Наследственные дегенеративные заболевания сетчатки, такие как пигментный ретинит (ПР), болезнь Штаргардта (БШ), а также возрастная макулярная дегенерация (ВМД) и другие заболевания, связанные с РПЭ - самые частые причины необратимой потери зрения, вплоть до слепоты, у взрослых. РПЭ выполняет важные функции для нормальной работы сетчатки. Плотные соединения клеток РПЭ способствуют возникновению гематоретинального барьера, а клетки РПЭ отвечают за транспортировку питательных веществ из крови к фоторецепторам (ФР) и за выведение продуктов обмена из ФР, соответственно. Клетки РПЭ также фагоцитируют наружные сегменты ФР и обеспечивают транспортировку и регенерацию зрительного пигмента. Помимо этого, клетки РПЭ секретируют различные факторы роста, которые необходимы для поддержания структурной целостности сетчатки (Strauss О. The retinal pigment epithelium in visual function // Physiological Reviews. - 2005. -85(3) - P. 845-881). Таким образом, любые нарушения в трофике и функционировании РПЭ приводят к вторичному повреждению ФР, а это, в свою очередь, к нарушению правильного функционирования зрительного аппарата в целом.

Выделяют две основные причины повреждения РПЭ - факторы окружающей среды и генетически детерминированные нарушения/мутации, приводящие в дегенеративно-дистрофическим заболеваниям сетчатки. При ВМД повреждение сетчатки происходит под воздействием окислительных процессов (Егорова Т.Е. Антиоксиданты в лечении и профилактике сухой формы возрастной макулярной дегенерации // Клиническая офтальмология - 2010. - Том 11. - №2).

Наследственные заболевания, в свою очередь, связаны с дефектом генетического кода, следствием чего является продукция специфичных белков с аномальным аминокислотным составом (Шеремет Н.Л., Жоржоладзе Н.В., Ронзина И.А. и соавт. Молекулярно-генетическая диагностика болезни Штаргардта // Вестник офтальмологии. - 2017. - 133(4) - Стр. 4-11).

На сегодняшний день эффективное терапевтическое лечение для восстановления РПЭ и его связей с фоторецепторами отсутствует. Однако многими авторами были предложены различные способы хирургической замены РПЭ: транслокация макулы, трансплантация аутологичного лоскута РПЭ/МБ/хориоидеи, взятого с периферии в субмакулярное пространство, субретинальная инъекция суспензии аутологичных или аллогенных клеток РПЭ.

Учитывая результаты лечения, ни один из этих методов не был безопасным и эффективным, сопровождался различными послеоперационными осложнениями.

Одним из перспективных и многообещающих методов лечения дегенераций сетчатки, считается трансплантация стволовых клеток (СК). Для изучения возможности трансплантации стволовых клеток, возникающих осложнений необходима разработка способа трансплантации СК при повреждения ретинального пигментного эпителия.

Известен способ введения стволовых клеток у грызунов путем транссклерального подхода через хориоидею (Reubinoff В.Е., Pera M.F., Fong C.Y. et al. Embryonic stem cell lines from human blastocysts: somatic differentiation in vitro // Nat. Biotechnol. - 2000. - 18(4). - P. 399-404). При таком введении внешний гематоретинальный барьер нарушается, что может привести к воспалительным и иммунным реакциям, внутриглазным и супрахориоидальным кровоизлияниям, а ограниченный хирургический контроль - к ошибочной интерпретации результатов. Помимо этого, хирургические методы, приборы и методы визуализации отличаются от тех, которые применяют у людей, тем самым ограничивая их использование в качестве доклинических моделей.

Для адекватных экспериментальных исследований в транспланталогии может служить кролик, поскольку глаз кролика и человека практически одинаковы по размеру, что позволяет выполнять хирургическую технику при помощи приборов и инструментов, идентичных клиническим условиям (el Dirini А.А, Wang Н.М., Ogden Т.Е., et al. Retinal pigment epithelium implantation in the rabbit: technique and morphology // Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. -1992. - 230(3). - P. 292-300). При этом в естественных условиях можно отслеживать состояние трансплантированных клеток и контролировать нейросенсорные слои сетчатки в динамике (Plaza Reyes A., Petrus-Reurer S., Antonsson L. et al. Xeno-Free and Defined Human Embryonic Stem Cell-Derived Retinal Pigment Epithelial Cells Functionally Integrate in a Large-Eyed Preclinical Model // Stem Cell Reports. - 2016. - 6(1). - 9-17).

Для дальнейшего лечения пациентов с заболеваниями, обусловленные повреждением РПЭ, способ трансплантации СК в доклинических исследованиях должен быть максимально безопасным и обладать высокой степенью информативности.

Известен способ введения СК в сетчатку в виде уже сформированного монослоя. Однако большие по размеру трансплантаты требуют выполнения ретинотомии большой протяженности, что увеличивает риск рубцевания и фиброза, а также отслойки сетчатки (Kamao Н., Mandai М., Okamoto S. et al. Characterization of human induced pluripotent stem cell-derived retinal pigment epithelium cell sheets aiming for clinical application // Stem Cell Rep. - 2014. - 2(2). - P. 205-218).

Известен способ трансвитреального введения через pars plana клеточной суспензии на рекомбинантном человеческом ламинине-521 (rhLN). Была показана долгосрочная интеграция (до 8 месяцев) клеток, трансплантированных в виде суспензии, и формирование поляризованных монослоев, демонстрирующих способность к сохранению фоторецепторов (Plaza Reyes A., Petrus-Reurer S., Antonsson L. et al. Xeno-Free and Defined Human Embryonic Stem Cell-Derived Retinal Pigment Epithelial Cells Functionally Integrate in a Large-Eyed Preclinical Model // Stem Cell Reports. - 2016. - 6(1). - P. 9-17).

Однако этот способ трансплантации является технически сложно выполнимым, в значительной степени зависящим от уровня подготовки персонала и оснащенности лаборатории.

Ближайшим аналогом предлагаемого изобретения является способ трансплантации СК в виде клеточной суспензии через ретинотомический разрез (Yaji N., Yamato М, Yang J. et al. Transplantation of tissue-engineered retinal pigment epithelial cell sheets in a rabbit model // Biomaterials. - 2009. - 30(5). - P. 797-803). Однако, несмотря на минимальную инвазивность с маленьким размером ретинотомии и уменьшение послеоперационных осложнений, транплантированные клетки под давлением могут выходить обратно в полость стекловидного тела (СТ), а ретинотомия может провоцировать отслойку сетчатки.

Раскрытие изобретения

Задачей изобретения является разработка малотравматичного способа трансплантации стволовых клеток при повреждении пигментного эпителия сетчатки.

Техническим результатом предлагаемого изобретения является возможность изучения эффектов введения СК при повреждении пигментного эпителия различного генеза в условиях минимального травмирования слоев сетчатки, длительной интеграции СК, восстановления функции РПЭ в области дегенерации пигментного эпителия для разработки последующего способа лечения дегенеративно-дистрофических заболеваний сетчатки.

Технический результат достигается за счет трансплантации клеточной суспензии СК в субретинальное пространство с дальнейшей тампонадой места инъекции с помощью сульфоната перфтороктана (ПФОС) и эндолазеркоагуляцией вокруг места инъекции.

При трансплантации стволовых клеток тампонада места инъекции с помощью ПФОС позволяет нивелировать обратный выход клеток в стекловидное тело и сместить пузырь с суспензией дальше от места вкола и, таким образом, тампонировать его, причем, следует вводить такое количество ПФОС, которое необходимо для оттеснения пузыря с клетками от места инъекции для локализации его лазеркоагулятами. Лазеркоагуляция сетчатки вокруг места вкола «закрывает» отверстие и позволяет предупредить отслойку сетчатки в месте инъекции. После этого удаление ПФОС необходимо для исключения дополнительного токсического воздействия на сетчатку, повышения внутриглазного давления и затруднения визуализации в послеоперационном периоде при проведении оптической когерентной томографии (ОКТ) и аутофлюоресценции (АФ). Совокупность приемов позволяет исключить влияние дополнительных травмирующих факторов на результаты изучения эффективности стволовых клеток при повреждении пигментного эпителия и, таким образом, создает предпосылки для адекватной оценки результатов трансплантации СК при повреждении РПЭ с использованием различных возможных режимов трансплантации. Трансплантация клеточной суспензии СК в количестве 50000 клеток в 100 мкл раствора BSS удобна для визуализации жидкости в шприце; это небольшой объем, так как при ОКТ исследовании не определяется «лишняя» жидкость, нет «компрессии клеток» в растворе BSS.

Нами были проведены исследования в эксперименте на 10 кроликах, под контролем оптической когерентной томографии (ОКТ) и аутофлюоресценции (АФ). Результаты показали, что предложенный способ трансплантации СК позволяет трансплантированным клеткам оставаться в субретинальном пространстве сетчатки, не выходить в полость стекловидного тела через место вкола и не вызывать отслойку сетчатки в послеоперационный период.

Клетки для трансплантации могут представлять собой СК различной тканевой специфичности и степени дифференцировки. Должны быть получены в специализированных лабораториях, удовлетворяющих требованиям надлежащей лабораторной практики (GLP), практике работы с тканями и культурами (GTP) и федеральному закону №180 "О биомедицинских клеточных продуктах".

Способ осуществляют следующим образом.

Под общей и местной анестезией после расширения зрачка в полость стекловидного тела кролика вводят, как это принято, Кеналог и проводят витрэктомию по общепринятой методике. Между пигментным эпителием и нейроэпителием вводят суспензию стволовых клеток в количестве 50000 клеток в 100 мкл раствора BSS с образованием пузыря, место введения тампонируют с помощью ПФОС в количестве, необходимом для радиального разглаживания и оттеснения пузыря с клетками от места введения, осуществляют эндолазеркоагуляцию вокруг места введения СК и удаляют ПФОС.

Пример 1.

Кролику-альбиносу, 2,5 месяцев, 2,5 кг, на OS была проведена витрэктомия через pars plana с введением клеточной суспензии 50000 клеток в 100 мкл раствора BSS в субретинальное пространство - между пигментным эпителием и нейроэпителием ниже ДЗН. После установки 3-х портов 25G в области 1, 4 и 10 часов в 3,5 мм от лимба помощью витреотома 25G, удален небольшой объем стекловидного тела, стекловидное тело прокрашено суспензией дипросана/кеналога, индуцирована отслойка задней гиалоидной мембраны, стекловидное тело удалено в максимально полном для визуализации объеме (важной особенностью является большой объем нативного хрусталика кролика, ограничивающий доступ к крайней периферии сетчатки без риска его повреждения). С помощью канюли для субретинальных инъекций 41G под сетчатку, между пигментным эпителием и нейроэпителием были введены СК, процесс сопровождался образованием "пузыря". Для предотвращения обратного выхода клеток, место введения СК тампонировано перфторорганическим соединением (ПФОС) таким образом, чтобы его введение сопровождались радиальным "разглаживанием" пузыря с клетками и оттеснением его в сторону от места инъекции. Вокруг места введения проведена эндолазерная коагуляция (15 коагулятов, мощность 0,2 мВт). Проведена замена ПФОС на BSS. Операция заканчивали наложением 3-х узловых швов (шелк 8/0).

На 1, 4 и 8 день после операции была проведена ОКТ на OS. На 1-й день после операции появились гиперрефлексивные субретинальные включения, которые сохранялись до 8-го дня после операции. На 1 и 8 день проведена АФ. К 8 дню появились гипо- и гиперефлексивные зоны в области пузыря с клетками. В послеоперационном периоде осуществляли в/м инъекции Дексаметазона (2 мг/кг) и местно 1раз в сутки Флоксал в инстилляциях 2р/д, затем со 2-го дня Макситрол 3р/д.

На 1, 4 и 8 день после операции было проведено ОКТ + фото глазного дна в режиме IR (infra red) и на 8 день -АФ в режиме BAF (коротковолновая) на левом глазу кролика.

День 1: Локальная отслойка сетчатки в месте вкола, комплекс РПЭ/мембрана Бруха рядом со вколом не изменен, в стороне от места вкола визуализируется гиперрефлективный очаг во внешних слоях сетчатки над РПЭ, соответствующий введенным СК.

День 4: Множественные дефекты комплекса РПЭ/мембрана Бруха. Гиперрефлективный очаг с изменением всех слоев сетчатки в месте вкола, сохраняется гиперрефлективный очаг во внешних слоях сетчатки над РПЭ, соответствующий введенным СК.

День 8: По данным ОСТ отмечается атрофия РПЭ с изменением всех слоев сетчатки в месте вкола, гиперрефлективные субретинальные включения в месте локализации СК.

День 8: По данным АФ отмечаются очаги гипераутофлюоресценции в месте введения клеток.

Пример 2.

Кролику 3,5 месяца; 2,5 кг, на ОД была проведена витрэктомия через pars plana с введением клеточной суспензии 50000 клеток в 100 мкл раствора BSS в субретинальное пространство - между пигментным эпителием и нейроэпителием. После установки 3-х портов 25G в области 1, 4 и 10 часов в 3,5 мм от лимба помощью витреотома 25G, удален небольшой объем стекловидного тела, стекловидное тело прокрашено суспензией дипросана/кеналога, индуцирована отслойка задней гиалоидной мембраны, стекловидное тело удалено в максимально полном для визуализации объеме (важной особенностью является большой объем нативного хрусталика кролика, ограничивающий доступ к крайней периферии сетчатки без риска его повреждения). С помощью канюли для субретинальных инъекций 41G под сетчатку, между пигментным эпителием и нейроэпителием были введены СК, процесс сопровождался образованием "пузыря". Для предотвращения обратного выхода клеток, место введения СК тампонировано перфторорганическим соединением (ПФОС) таким образом, чтобы его введение сопровождались радиальным "разглаживанием" пузыря с клетками и оттеснением его в сторону от места инъекции. Вокруг места введения проведена эндолазерная коагуляция (15 коагулятов, мощность 0,2 мВт). Проведена замена ПФОС на BSS. Операцию заканчивали наложением 3-х узловых швов (шелк 8/0).

На 1, 3, 4 и 21 день после операции было проведено ОКТ сетчатки и на 3, 4, 21 день - АФ (коротковолновая) на правом глазу кролика. На 1-й день после операции отмечается локальная отслойка сетчатки в месте вкола. На 3-й день: по данным ОКТ в месте локализации введенных СК все слои сетчатки структурны, дифференцируются, гиперрефлективны. АФ: периферичнее места вкола, окруженного лазеркоагулятами, прослеживается зона гипераутофлюоресценции, соответствующая описанным изменениям на ОКТ. На 4-й день: по данным ОКТ в зоне гиперрефлексации отмечается незначительное истончение толщины сетчатки за счет РПЭ и фоторецепторов, слои менее структурны. АФ: периферичнее места вкола, окруженного лазеркоагулятами, прослеживается зона гипераутофлюоресценции. На 21-й день: на ОСТ отмечается уменьшение толщины среза за счет внутренних и внешних слоев сетчатки, наличие гиперрефлективного очага. АФ: прослеживается зона гипераутофлюоресценции.

Таким образом, предложенный трансвитреальный способ субретинального введения СК при повреждении РПЭ в эксперименте может служить универсальной моделью для исследования выживания и интеграции различных видов СК. Способ отличается эффективностью, отсутствием осложнений в виде отслойки сетчатки, витриита. Модель также позволяет в естественных условиях отслеживать состояние трансплантированных клеток и контролировать нейросенсорные слои сетчатки в течение длительного времени. Предложенное изобретение направлено на то, чтобы разработать эффективный метод лечения пациентов с наследственными и возрастными дегенеративными заболеваниями сетчатки, обусловленными повреждением РПЭ.

Способ трансплантации стволовых клеток при повреждении пигментного эпителия сетчатки в эксперименте, отличающийся тем, что у кролика проводят витрэктомию, между пигментным эпителием и нейроэпителием вводят суспензию стволовых клеток в количестве 50000 клеток в 100 мкл раствора BSS с образованием пузыря, место введения тампонируют с помощью ПФОС в количестве, необходимом для радиального разглаживания и оттеснения пузыря с клетками от места введения, осуществляют эндолазеркоагуляцию вокруг места введения СК и удаляют ПФОС.