Способ моделирования кишечного иерсинеоза у экспериментальных животных

Изобретение относится к экспериментальной медицине и может быть использовано для моделирования кишечного иерсиниоза у мелких животных, для изучения влияния антигенов данного возбудителя на макроорганизм. Способ включает ряд стадий. Штамм Yersinia enterocolitica выращивают при температуре 24-26°C на агаре Хоттингера. Готовят взвесь полученной культуры в хлориде натрия, которую соединяют в соотношении 1:1 с 0,2% раствором агара Нобля. Взвесь содержит 3×108 микробных клеток Y. Enterocolitica. Эту взвесь вводят морским свинкам внутрибрюшинно в объеме 0,5 мл. Животных забивают через пять дней, вскрывают, делают мазки-отпечатки из брызжеечных лимфоузлов и выделяют из них пассированную культуру. Далее заражают опытных животных пассированной культурой. Перед заражением проводят снижение кислотности их желудочного сока путем перорального введения 7,5% раствора пищевой соды, белым мышам - 0,1 мл, морским свинкам - 0,5 мл. Заражение проводят перорально. Причем белым мышам вводят 3×109 микробных клеток, разведенных в 0,2 мл физиологического раствора, а морским свинкам - 3×109 микробных клеток, разведенных в 0,5 мл физиологического раствора. Подтверждают кишечный иерсиниоз методом ПНР после высева из внутренних органов животных на агар Хоттингера с pH 7,2. Способ обеспечивает полное воспроизведение патогенетических механизмов заболевания в эксперименте. 2 табл., 1 пр.

 

Изобретение относится к экспериментальной медицине и может быть использовано для моделирования кишечного иерсиниоза у мелких животных, для изучения влияния антигенов данного возбудителя на макроорганизм.

Иерсиниоз является зооантропонозной инфекцией и самые разные виды животных являются естественными хозяевами его возбудителя, однако моделирование этой инфекции не всегда удается, так как вызвать острый инфекционный процесс у экспериментальных животных сложно несмотря на различные методы введения (пероральный, внутрибрюшинный), использование больших доз возбудителя, а также при применении препаратов, которые снижают естественную резистентность макроорганизма.

Известен способ моделирования кишечной инфекции у мелких лабораторных животных (см. №2279721, кл. G09B 23/28, от 09.01.2004 г.), заключающийся в том, что животным в желудок через зонд вводят культуру Klebsiella pneumonia (штамм NCTC-5054) в дозе 109 микробных клеток на 1 кг массы тела через 6 суток после создания иммунодефицитного состояния подкожной инъекцией 2,5%-ной эмульсии гидрокортизона ацетата в дозе 0,125 мг/100 г массы тела трижды с интервалом в 2 дня.

Однако использовать этот метод не представляется возможным для кишечного иерсиниоза ввиду того, что гидрокортизон ацетат снижает иммунитет или естественную резистентность организма, поэтому не сможет смоделировать клиническую картину течения данной инфекции.

За прототип выбран способ создания биомодели кишечного иерсиниоза на морских свинках (см. Сладкова Н.В. «Морская свинка как биомодель кишечного иерсиниоза», журнал «Биотехнология, иммунология и биохимия особо опасных инфекций», Саратов, 1989 г., стр. 163-165), включающий предварительную сенсибилизацию животных, заключающуюся в подкожном введении 6×103 м.к. двухсуточных культур штаммов Yersinia enterocolitica 908(03) и 682(09), выращенных на агаре Хоттингера при 37°C и инактивированных на водяной бане в течение двух часов.

Недостатком прототипа является то, что внутрибрюшинное введение возбудителя кишечного иерсиниоза морским свинкам не дает возможности создать модель естественного заражения этой инфекцией.

Кроме того, хранение в музее на питательных средах штаммов возбудителя кишечного иерсиниоза приводит к потерям факторов патогенности, что затрудняет моделирование этой инфекции на экспериментальных животных.

Техническая задача предлагаемого изобретения состояла в разработке нового способа, позволяющего моделировать кишечный иерсиниоз с полным воспроизведением патогенетических механизмов у морских свинок и белых мышей при пероральном введении живой культуры.

Поставленная задача достигается тем, что способ моделирования кишечного иерсиниоза у экспериментальных животных, включает следующие стадии:

a) штамм Yersinia enterocolitica выращивают при температуре 24-26°C на агаре Хоттингера;

b) готовят 3 млрд взвесь полученной культуры в хлориде натрия, которую соединяют в соотношении 1:1 с 0,2% раствором агара Нобля;

c) вводят морским свинкам внутрибрюшинно взвесь в объеме 0,5 мл, которая содержит 3×108 микробных клеток Y. enterocolitica в агаризованном растворе хлорида натрия;

d) животных забивают через пять дней, вскрывают, делают мазки-отпечатки из брызжеечных лимфоузлов и выделяют из них пассированную культуру;

e) перед заражением животных пассированной культурой проводят снижение кислотности желудочного сока опытным мышам и морским свинкам путем перорального введения 7,5% раствора пищевой соды, белым мышам - 0,1 мл, морским свинкам - 0,5 мл;

f) заражают опытных животных пассированной культурой Y. enterocolitica перорально, причем белым мышам вводят 3×109 микробных клеток, разведенных в 0,2 мл физиологического раствора, а морским свинкам 3×109 микробных клеток, разведенных в 0,5 мл физиологического раствора;

g) подтверждают кишечный иерсиниоз методом ПЦР после высева внутренних органов животных на агар Хоттингера с pH 7,2.

Для проведения способа были использованы штаммы Y. enterocolitica №5515 и №2000, хранящиеся в музее живых культур Ростовского противочумного института.

Способ осуществляется в несколько стадий:

Первоначально на агаре Хоттингера (pH 7,2) выращивают Y. enterocolitica при температуре 24-26°C. Затем готовят 3 млрд взвесь полученной культуры в хлориде натрия по стандарту мутности и соединяют в соотношении 1:1 с агаром Нобля («Difco», США). Агар Нобля в количестве 200 мг растворяют в 100 мл дистиллированной воды, чтобы его конечная концентрация была 0,2%. Раствор кипятят в течение 30 минут на водяной бане при постоянном помешивании, а затем охлаждают до 45°C.

Следующая стадия заключается в том, что полученную взвесь Y. enterocolitica в агаризованном растворе хлорида натрия вводят морским свинкам внутрибрюшинно в объеме 0,5 мл, где содержится 3×108 микробных клеток. Через пять суток животных забивают, вскрывают, делают мазки-отпечатки из брызжееечных лимфоузлов для выделения пассированной культуры. Выделяют чистую культуру возбудителя, что подтверждают методом ПЦР, который осуществляют согласно инструкции к наборам для ПЦР «Амплисенс® Yersinia enterocolitica». Для учета результатов ПЦР проводят электрофорез в 1,5% агарозном геле. После окрашивания этидий бромидом, гель просматривают в трансиллюминаторе с длиной волны ультрафиолетового излучения 310 нм. Образовавшиеся в результате реакции амплифицированные фрагменты ДНК (полосы в геле, светящиеся в УФ-лучах) идентифицируют по размеру, сравнивая с маркером молекулярного веса или положительным контролем.

Для моделирования кишечного иерсиниоза опытным группам животных перед заражением пассированной культурой перорально с помощью зонда вводят 7,5% раствора пищевой соды: белым мышам по 0,1 мл, морским свинкам по 0.5 мл для понижения кислотности желудочного сока, так как известно, что кишечными инфекциями чаще страдают люди с пониженной кислотностью желудочного сока.

Заключительная стадия моделирования включает следующие операции: животных перорально заражают пассированной культурой Y. enterocolitica: белых мышей 3×109 м.к. в 0,2 мл физиологического раствора, а морских свинок 3×109 м.к. в 0,5 мл физиологического раствора.

О развитии заболевания у зараженных перорально пассированной культурой Y. enterocolitica судят по нарастанию симптомов заболевания: у заболевших животных снижается двигательная активность и масса тела, шерсть становится тусклой и взъерошенной, развивается энтерит и обезвоживание организма. Часть животных гибнет. При вскрытии обнаруживают увеличенные паховые и забрюшинные лимфоузлы, увеличены печень (в некоторых случаях с гнойными очагами), почки, вздутый кишечник, легкие (могут быть с кровоизлияниями). Для подтверждения диагноза проводят высев из внутренних органов животных на агар Хоттингера (pH 7,2) с целью выделения культуры возбудителя кишечного иерсиниоза. Чистоту выделенной культуры возбудителя контролируют методом ПЦР.

Эффективность предложенного способа подтверждается следующими примерами:

Пример 1. Моделирование экспериментального кишечного иерсиниоза при пероральном заражении животных штаммом Y. Enterocolitica №5515, выделенным от заболевшего человека.

Пероральное заражение экспериментальных животных (белых мышей и морских свинок) осуществляют согласно вышеописанной технологии, после предварительного пассирования штамма через внутрибрюшинное заражение морских свинок и после введения содового раствора для понижения кислотности их желудочного сока.

Наблюдение за зараженными животными показали (см. таблицу 1), что уже с 3-их суток после заражения у них появляются симптомы заболевания: ухудшение внешнего вида, снижение двигательной активности, энтерит. На 5-е сутки погибло около половины животных, а у выживших нарастали расстройство стула, потеря массы тела. К 10-м суткам после заражения выживали около 25% белых мышей и 15% морских свинок. У выживших наблюдались сильный энтерит, обезвоживание и истощение организма, у павших - патогенетическая картина, свидетельствующая о развитии кишечного иерсиниоза: увеличенные паховые и забрюшинные лимфоузлы, в брюшной полости - вздутый кишечник, гнойно-кровянистый экссудат, у некоторых животных печень увеличена и покрыта сероватыми очагами, почки и легкие с патологиями.

После высева внутренних органов погибших и выживших животных во всех случаях была выделена культура возбудителя кишечного иерсиниоза, что дополнительно было подтверждено методом ПЦР.

Пример 2. Моделирование экспериментального кишечного иерсиниоза при пероральном заражении животных штаммом Y. Enterocolitica №2000, выделенным от заболевшей шиншиллы.

Пероральное заражение белых мышей и морских свинок осуществляли согласно предложенному пособу так же, как в примере 1. Наблюдение за опытными животными в течение 10 суток выявило схожую картину развития заболевания у них с развитием таких же симптомов инфекции (см. таблицу 2). Наличие кишечного иерсиниоза было подтверждено выделением культуры от павших и выживших в течение срока наблюдения экспериментальных животных и подтверждено методом ПЦР.

Таким образом, патоморфологические изменения и выделение чистой культуры, подтвержденное методом ПЦР, свидетельствуют о развитии кишечного иерсиниоза у всех зараженных предложенным способом разными штаммами возбудителя экспериментальных животных. Предварительное пассирование возбудителя иерсиниоза через организм морских свинок и снижение кислотности желудочного сока экспериментальных животных позволяют создать модель перорального заражения иерсиниозом с полным воспроизведением патогенетических механизмов заболевания.

Способ моделирования кишечного иерсиниоза у экспериментальных животных, включающий следующие стадии:
a) штамм Yersinia enterocolitica выращивают при температуре 24-26°C на агаре Хоттингера;
b) готовят 3 млрд взвесь полученной культуры в хлориде натрия, которую соединяют в соотношении 1:1 с 0,2% раствором агара Нобля;
c) вводят морским свинкам внутрибрюшинно взвесь в объеме 0,5 мл, которая содержит 3×108 микробных клеток Y. enterocolitica в агаризованном растворе хлорида натрия;
d) животных забивают через пять дней, вскрывают, делают мазки-отпечатки из брызжеечных лимфоузлов и выделяют из них пассированную культуру;
e) перед заражением экспериментальных животных проводят снижение кислотности их желудочного сока путем перорального введения 7,5% раствора пищевой соды, белым мышам - 0,1 мл, морским свинкам - 0,5 мл;
f) заражают опытных животных пассированной культурой Y. enterocolitica перорально, причем белым мышам вводят 3×109 микробных клеток, разведенных в 0,2 мл физиологического раствора, а морским свинкам - 3×109 микробных клеток, разведенных в 0,5 мл физиологического раствора;
g) подтверждают кишечный иерсиниоз методом ПЦР после высева из внутренних органов животных на агар Хоттингера с pH 7,2.



 

Похожие патенты:

Изобретение относится к области медицины, а именно к стоматологии, и может быть использовано для обучения студентов и врачей-стоматологов. Модель корня зуба выполнена прозрачной и содержит разрушенную коронковую часть и заполненные по всей длине гуттаперчей корневые каналы корня зуба.

Изобретение относится к медицине, а именно к экспериментальной токсикологии, и может быть использовано для моделирования хронического токсического поражения печени.

Изобретение относится к медицине, а именно к экспериментальной биологии, токсикологии, и может быть использовано для изучения формирования и прогрессирования изменений печени, возникающих под действием токсико-химических повреждающих факторов.

Изобретение относится к медицине, экспериментальной хирургии и может быть использовано для лечения, коррекции и профилактики последствий ишемического воздействия на печень в условиях временного ее выключения из кровообращения.

Изобретение относится к экспериментальной медицине и может быть использовано при ранней диагностике и лечении опухолей, индуцированных в эксперименте. Для раннего МРТ выявления опухолей, инвазий и метастазов животному вводят комбинации МРТ-негативных контрастных нанопрепаратов с позитивными МРТ контрастными препаратами.

Изобретение относится к медицине, в частности к экспериментальной офтальмологии, и предназначено для получения модели пролиферативной витреоретинопатии. Для этого в полость стекловидного тела глаза крысы вводят 2 мкл изотонического раствора, содержащего 0,5 мкг - 0,5 мг конканавалина А.

Изобретение относится к экспериментальной биологии и медицине и может быть использовано для определения степени устойчивости мелких лабораторных животных к острой гипобарической гипоксии.
Изобретение относится к медицине, в частности к экспериментальной онкологии, и может быть использовано в качестве модели опухоли толстой кишки. Для этого крысе в просвет общего желчного протока вводят пикрилсульфоновую кислоту в дозе 0,03-0.05 мл.

Изобретение относится к медицине, в частности к экспериментальной токсикологии. И может быть использовано при исследовании механизмов токсического действия урана на функциональное состояние почек и других органов и систем при комбинированном воздействии.

Изобретение относится к медицине, а именно к экспериментальным исследованиям в онкологии, и может быть использовано для оценки противоопухолевого действия наночастиц (НЧ) металлов.

Изобретение относится к медицине, в частности к нейрохимии, патофизиологии, неврологии и психиатрии, и касается выявления противосудорожного действия цитиколина. Выявление проводят на модели пентилентетразолового киндлинга у мышей самцов линии C57B1/6. Действие цитиколина оценивают после его введения в дозе 500 мг/кг за час до введения пентилентетразола. Введение проводят в разном режиме в разных группах животных, а именно: ежедневно в течение 24 дней, однократно на 14 день кидлинга или в течение 14 дней кидлинга. Способ обеспечивает возможность выявления спектра и степени выраженности противосудорожного действия препарата. 2 табл.

Изобретение относится к экспериментальной медицине и касается моделирования отграниченного перитонита для изучения патогенеза и тестирования новых средств профилактики и лечения этого заболевания. Для этого нелинейным лабораторным мышам массой 20-22 г производят однократное внутрибрюшинное введение 10% каловой взвеси из свежих крысиных фекалий через одну точку вкола по средней линии в пупочной области живота на глубину 2 мм. Взвесь готовят на изотоническом растворе хлорида натрия и однократно фильтруют через двойной слой марли. Для использования модели более 13 дней взвесь вводят в дозе 0,3-0,4 мл, а для использования модели не более 13 дней - в дозе 0,5 мл. Результатом является образование отграниченных абсцессов в нескольких анатомических областях брюшной полости. Способ позволяет воспроизвести у мышей длительно текущее заболевание, близкое по патогенезу к клиническим формам, обеспечивая предупреждение гибели животных в ранние сроки эксперимента от инфекционно-токсического шока. 4 табл., 8 ил.

Изобретение относится к медицине, в частности к экспериментальной фармакологии, и может быть использовано для коррекции эндотелиальной дисфункции при гипоэстрогенемии. Способ включает моделирование дисфункции путем проведения билатеральной овариэктомии крысам-самкам линии Wistar. На 43 день после операции проводят ежедневное в течение 7 суток внутрибрюшинное введение L-нитро-аргинин-метилового эфира (L-NAME) в дозе 25 мг/кг. Коррекцию индуцированной дисфункции проводят путем ежедневного внутрижелудочного введения розувастатина в дозе 0,85 мг/кг и тиоктовой кислоты в дозе 50 мг/кг на протяжении 7 дней, совпадающих с введением крысам L-NAME. Способ обеспечивает активизацию коррекции эндотелиальной дисфункции при гипоэстрогенемии. 1 табл., 1 пр.

Изобретение относится к экспериментальной медицине, результаты которого могут быть использованы в области восстановительной медицины, геронтологии и гериатрии. В эксперименте используют белых беспородных крыс-самок предстарческого возраста, весом 290,7±31,6 г, содержащихся в стандартных условиях вивария. Крысам дают легкую воду со сниженным содержанием дейтерия (46±2 ppm) в качестве питьевой воды в объеме 25-30 мл/сутки ежедневно в течение 5 недель. Способ обеспечивает профилактику нарушений нейроэндокринной регуляции при старении, повышение адаптивного статуса, нормализацию репродуктивных функций у крыс предстарческого возраста. 2 табл., 2 ил.

Изобретение относится к медицине, в частности к офтальмологии, и предназначено для моделирования пролиферативной витреоретинопатии (ПВР). Для этого в оба глаза кролика осуществляют однократное интравитреальное введение 2000 Ε Интерлейкина 1-b в объеме 0.1 мл. Затем последовательно интравитреально однократно вводят тромбоцитарный фактор роста PDGF АА остеосаркомы в объеме 0.1 мл с концентрацией 2000 пкг/мл. Способ обеспечивает получение клинически и цитопатогенетически адекватной модели ПВР с возможностью ее использования для изучения эффективности медикаментозного лечения и профилактики ПВР в эксперименте. 2 пр., 6 ил.
Изобретение относится к области экспериментальной медицины, в частности к способу моделирования тромбообразования у мышей для изучения эффективности препаратов антикоагулянта. Способ характеризуется тем, что открывают сонную артерию и яремную вену у наркотизированного животного. Под сонную артерию подкладывают изолирующий ее от окружающих тканей материал. Затем вводят препарат антикоагулянта или контрольного раствора в яремную вену. После этого приводят сонную артерию в соприкосновение с тонкой стальной иглой, соединенной с источником постоянного тока с напряжением 3 В. При этом второй электрод вводят подкожно в область бедра животного и пропускают через него ток силой 200-250 микроампер в течение одной минуты. Затем осуществляют под микроскопом видеосъемку, в результате которой отснятый видеоматериал анализируют посредством компьютерной программы для определения размера образовавшегося тромба. Способ обеспечивает приемлемую скорость образования тромба, повышая тем самым эффективность определения тромбообразования у модельных животных с электрически индуцированным тромбозом. 10 з.п. ф-лы

Изобретение относится к медицине, экспериментальной хирургии. Цирроз печени у кроликов воспроизводят путем подкожного введения тетрахлоруглерода. Измеряют сатурацию в левом, нижнем и правом краях большого сальника. При сатурации 87-97% рассекают большой сальник на 3-6 лоскутов. В каждом лоскуте две сальниковые артерии, анастомозирующие друг с другом. На диафрагмальной поверхности печени, на глубине от 0,5 см до 1,0 см формируют каналы длиной от 7,0 см до 10,0 см на расстоянии 2,0-3,0 см друг от друга. Проводят рассеченные участки большого сальника через печеночную ткань. Способ позволяет осуществить разгрузку портального кровотока при циррозе печени с компенсированным и декомпенсированным синдромом портальной гипертензии за счет образования коллатералей между сосудами печени и большого сальника. 5 ил.

Изобретение относится к экспериментальной медицине, эндокринной хирургии и онкологии, предназначено для установления возможных вариантов лимфо- и ангиоархитектоники щитовидной железы (ЩЖ) и может быть использовано для экспресс-диагностики вариантов метастазирования и выбора объема резекции при раке ЩЖ. Проводят рентгеноконтрастное исследование ЩЖ методом тиреоидолимфографии путем введения рентгенконтраста в паренхиму левой доли ЩЖ экспериментального животного - крысы породы «RЕХ». В качестве рентгенконтраста вначале вводят 0,2 мл водорастворимого контрастного вещества «Омнипак» и после введения на 1-й, 2-й, 3-й, 5-й, 10-й, 20-й и 40-й мин на тиреограмме оценивают распространение рентгенконтраста. Затем в паренхиму левой доли ЩЖ в качестве рентгенконтраста вводят 0,2 мл жирорастворимого контрастного вещества «Липиодол» и оценивают его распространение на тех же минутах исследования. При этом выделяют четыре варианта распространения используемых рентгенконтрастных веществ на контрлатеральную долю ЩЖ: сангвинический - при распространении только водорастворимого контрастного вещества, что характеризует наличие обособленного лимфооттока и перекрестного типа кровоснабжения долей железы; лимфатический - при распространении только жирорастворимого контрастного вещества, что характеризует наличие перекрестного лимфооттока и обособленного типа кровоснабжения; смешанный - при распространении обоих видов рентгенконтрастных веществ, что характеризует наличие перекрестного лимфооттока и перекрестного типа кровоснабжения; и обособленный - когда ни одно рентгенконтрастное вещество не перешло на контралатеральную долю, что характеризует наличие обособленного лимфооттока и кровоснабжения в каждой доле ЩЖ. Способ позволяет определить вариант междолевых сообщений долей ЩЖ, связи между ее анатомическими долями. 4 ил.

Изобретение относится к медицине, биологии, ветеринарии, фармакологии и касается оценки биосовместимости скаффолдов в эксперименте. Проводят подкожную имплантацию скаффолда в межлопаточную область крысы. При этом перед имплантацией скаффолда крысе в качестве инструментального исследования проводят лазерную допплеровскую флоуметрию микрокровотока (ЛДФ), определяя показатель перфузии. Используя спектральный вейвлет-анализ, нормированные амплитуды эндотелиальных, нейрогенных и миогенных колебаний микрокровотока, принимают полученные результаты за исходный уровень. Имплантируют скаффолд в форме диска диаметром порядка 15 мм, толщиной порядка 0,1 мм. Затем трехкратно на 7, 14, 21 сутки после имплантации проводят ЛДФ микрокровотока кожи над областью имплантации с определением указанных показателей. Анализируют результаты, сравнивая их с показателями исходного уровня. Скаффолд считают биосовместимым, если повышение показателя перфузии сопровождается сдвигом нормированных амплитуд нейрогенных и миогенных колебаний кровотока на 7-е сутки после имплантации и показатели нормированных амплитуд полностью нормализуются к 14-м суткам, а полное восстановление показателя перфузии наблюдается к 21-м суткам после имплантации. Способ обеспечивает динамическую оценку биосовместимости скаффолдов в эксперименте при использовании малого числа лабораторных животных. 3 пр., 3 табл.

Изобретение относится к медицине, в частности к экспериментальной гинекологии и патофизиологии репродуктивной системы, и может быть использовано для моделирования и последующего изучения женского ановуляторного бесплодия. Моделирование проводят на крысах породы Wistar. Причем используют половозрелых самок крыс с регулярным эстральным циклом в возрасте не менее 120 дней весом 180-210 грамм. Животным однократно в фазу диэструса, подтвержденного цитологическим анализом влагалищных мазков, вводят в носовые ходы 10 мкл раствора (2×10-3 моль) блокатора кисспептинэргических рецепторов - kisspeptin-234 trifluoroacetate salt. Пролангацию ановуляторой фазы подтверждают цитологически. Способ позволяет создать приближенную к физиологическим условиям экспресс - модель женского ановуляторного бесплодия, обладает хорошей воспроизводимостью результатов и возможностью продления сроков эксперимента без вреда для жизни животного неограниченно долго. 1 табл., 5 ил.

Изобретение относится к экспериментальной медицине и может быть использовано для моделирования кишечного иерсиниоза у мелких животных, для изучения влияния антигенов данного возбудителя на макроорганизм. Способ включает ряд стадий. Штамм Yersinia enterocolitica выращивают при температуре 24-26°C на агаре Хоттингера. Готовят взвесь полученной культуры в хлориде натрия, которую соединяют в соотношении 1:1 с 0,2 раствором агара Нобля. Взвесь содержит 3×108 микробных клеток Y. Enterocolitica. Эту взвесь вводят морским свинкам внутрибрюшинно в объеме 0,5 мл. Животных забивают через пять дней, вскрывают, делают мазки-отпечатки из брызжеечных лимфоузлов и выделяют из них пассированную культуру. Далее заражают опытных животных пассированной культурой. Перед заражением проводят снижение кислотности их желудочного сока путем перорального введения 7,5 раствора пищевой соды, белым мышам - 0,1 мл, морским свинкам - 0,5 мл. Заражение проводят перорально. Причем белым мышам вводят 3×109 микробных клеток, разведенных в 0,2 мл физиологического раствора, а морским свинкам - 3×109 микробных клеток, разведенных в 0,5 мл физиологического раствора. Подтверждают кишечный иерсиниоз методом ПНР после высева из внутренних органов животных на агар Хоттингера с pH 7,2. Способ обеспечивает полное воспроизведение патогенетических механизмов заболевания в эксперименте. 2 табл., 1 пр.

Наверх